Введение
В ветеринарной практике часто встречаются пациенты с нерегенеративной анемией, и подавляющее большинство из них – кошки. Ведение данных пациентов зачастую вызывает трудности у ветеринарного врача, потому что требует от него глубокого понимания причин возникновения нерегенеративная анемии и способов ее диагностики.В данной статье будет рассмотрена только аутоиммунная гемолитическая анемия с поражением клеток-предшественников в качестве причины возникновения нерегенеративной анемии, обсуждение остальных причин выходит за рамки статьи.
Термин «аутоиммунная гемолитическая анемия с поражением клеток-предшественников (АГАПП)» уникален, поскольку создан с учетом ограниченной возможности перевода и отсутствия подходящей нозологической единицы в русскоязычной литературе. В зарубежной литературе для обозначения данного патологического процесса используется термин precursor-targeted immune-mediated anemia (PIMA). Эта патология является следствием иммуноопосредованной деструкции, направленной на клетки-предшественники эритроцитов, и приводит к развитию нерегенеративной анемии при одновременной эритроидной гиперплазии костного мозга с остановкой или замедленным созреванием эритроцитов10.
В ветеринарной периодике мало информации об АГАПП у кошек. Автором статьи были найдены единичные сообщения о подобной патологии у кошек. Один из этих случаев связан с одновременным протеканием АГАПП и алиментарной лимфомы у 10-летней кошки11.
Патогенез АГАПП у кошек неясен, но предполагается, что он связан с иммунной атакой на клетки-предшественники эритроцитов. Подобные предположения были сделаны на основании того, что данная анемия проходит после назначения иммуносупрессивной терапии. Связь между АГАПП и вирусом лейкоза кошек на текущий момент не установлена.
Нерегенеративная анемия у кошек определяется как гематокрит < 29% с общим количеством ретикулоцитов < 15 × 103/мкл. Под неэффективным эритропоэзом понимают стойкую гипорегенеративную анемию, сопровождающуюся увеличением кроветворной клеточности со сниженным соотношением М:Е в костном мозге и отсутствием ретикулоцитоза8,9,10.
В исследованиях красного костного мозга при АГАПП обычно наблюдается рубрифагоцитоз (rubriphagocytosis), характеризующийся фагоцитозом интактных эритроидных предшественников, однако эта находка не является патогномоничной для данного заболевания9,10. АГАПП характеризуется следующими признаками:
- стойкой нерегенеративной анемией;
- неэффективным эритропоэзом;
- отсутствием дисплазии в гемопоэтических клетках и кроветворной ткани костного мозга10.
Клинический случай
Пациент: 5-месячная кошка по кличке Василиса, беспородная, некастрированная.Анамнез жизни. Была подобрана на улице в возрасте одной недели, первое время выкармливалась заменителем кошачьего молока, а с месячного возраста перешла на коммерческий корм премиум-класса для котят. Василиса содержалась в доме еще с десятью кошками, ни у одной из них не было свободного доступа на улицу. Всем животным проводили регулярные обработки от гельминтов и эктопаразитов, также они были вакцинированы по рекомендациям WSAVA (2016 г.) о вакцинации собак и кошек.
Анамнез болезни. Впервые владельцы обратились в клинику с 2-месячной Василисой по причине отказа животного от еды, наличия признаков общей вялости и тремора конечностей.
По результатам физикального осмотра у котенка была выявлена гипертермия. Пациенту были назначены УЗИ брюшной полости, клинический и биохимический анализы крови, исследование крови для определения концентрации сывороточного амилоида и ПЦР-диагностика с целью выявления возбудителя бартонеллеза у кошек.
По результатам диагностики было обнаружено значимое повышение сывороточного амилоида (45 мкг/мл; референтные значения < 5 мкг/мл – нормальный уровень, 5–10 мкг/мл – пограничный уровень, > 10 мкг/мл – высокий уровень); результат клинического анализа крови показал лимфоцитопению (абсолютное значение лимфоцитов – 0,736 109/л, референтные значения – 1,512–9,805). Результаты УЗИ брюшной полости и биохимического анализа крови были без значимых изменений, а результат ПЦР-исследования был отрицательным.
В качестве эмпирической терапии был выбран антибиотик доксициклин в дозе 10 мг/кг 2 раза в день с одновременным применением анальгина при гипертермии. Состояние животного нормализовалось на третий день лечения. Спустя неделю был проведен контрольный анализ крови для определения концентрации сывороточного амилоида, результат которого был уже в пределах референтных значений, что убедило автора статьи в наличии у пациента гипертермии инфекционного происхождения.
Спустя 2 месяца владельцы Василисы снова обратились в клинику по причине снижения у нее аппетита и активности, а также обратили внимание на изменение цвета мочки носа у котенка. При физикальном осмотре были обнаружены выраженная бледность видимых слизистых оболочек и систолический шум при аускультации сердца. После клинического осмотра было очевидно, что у котенка будет выявлена анемия. Для начала нужно было определиться с регенераторным ответом костного мозга, чтобы понять, какого характера анемия у Василисы. Помимо этого, следовало исключить кровотечение в желудочно-кишечном тракте или другие внутренние кровотечения, дефицит витаминов В12 и В9, а также вирусные инфекции кошек, которые могут приводить к анемии.
Было принято решение о проведении пациенту дополнительной диагностики:
- лабораторные исследования: клинический анализ крови с подсчетом ретикулоцитов, биохимический анализ крови; определение концентраций сывороточного амилоида, фолиевой кислоты и цианокобаламина; диагностика железодефицитной анемии, а также инфекционных заболеваний (вирусный лейкоз, гемобартонеллез, бартонеллез (ПЦР), вирусный иммунодефицит кошек (ИФА));
- УЗИ брюшной полости, рентгенография грудной клетки;
- консультация у врача-кардиолога.
Результаты проведенной диагностики
Лабораторные исследования (анализы крови были проведены в ветеринарной лаборатории LaIF, г. Санкт-Петербург). Была выявлена нерегенеративная микроцитарная нормохромная анемия тяжелой степени: уровень гематокрита – 9,8% (референтный интервал – 30–52%), средний корпускулярный объем эритроцита – 37,2 (референтный интервал – 39–55 мкл), среднее содержание корпускулярного гемоглобина – 13,3 пг (референтный интервал – 12,5–17,5). Совокупная концентрация ретикулоцитов (ручной подсчет) составила 0 [агрегатные] и 71010/мкл [пунктатные] (референтный интервал: абсолютное значение агрегатных ретикулоцитов > 40000/мкл, пунктатных > 500000/мкл). В биохимическом анализе крови отмечалась легкая гиперглобулинемия (глобулин – 56,7 г/л, референтный интервал – 26–50; альбумин – 26,2 г/л, референтный интервал – 25–43; соотношение альбумина к глобулину (A:G) = 0,46). Признаков гемолиза обнаружено не было. Результаты проведенных анализов крови для определения концентраций сывороточного амилоида, фолиевой кислоты, цианокобаламина и уровня железа в сыворотке крови были в пределах референтных значений. Результаты исследований на наличие инфекций были отрицательными.Визуальная диагностика. Системные рентгенограммы были в пределах нормы. Ультрасонография выявила лимфаденопатию лимфоузлов ЖКТ, что может являться вариантом нормы у котят при отсутствии патологий со стороны других органов брюшной полости.
На приеме у кардиолога была проведена ЭхоКГ, по результатам которой были выявлены изменения, характерные для врожденного порока сердца или дефицита таурина.
На основании полученных результатов проведенной диагностики были сделаны следующие назначения:
- переливание эритроцитарной массы в объеме 50 мл, повторное переливание крови при появлении симптомов гипоксии (одышки, вялости, отказа от еды);
- доксициклин в дозировке 10 мг/кг 2 раза в день курсом 14 дней;
- таурин по 125 мг 2 раза в день;
- препарат «Ветмедин» – 0,2 мг/кг 2 раза в день.
Спустя 5 недель после дебюта заболевания взятые у пациента образцы ККМ были отправлены на цитологическое и гистологическое исследования, дополнительно образцы костного мозга были проверены на наличие возбудителя вирусной лейкемии кошек методом ПЦР. После получения образцов ККМ было принято решение начать иммуносупрессивную терапию, препаратом выбора был циклоспорин (10 мг/кг 1 раз в сутки), применение глюкокортикоидов не рассматривалось из-за выявленной патологии сердца.
Результаты цитологии и гистологии ККМ
Цитологическое исследование красного костного мозга было проведено цитологом-гематологом Кравченко М. В., а образцы для гистологического исследования были отправлены ветеринарному врачу-патологу Хаировой А. И.Заключение по результатам цитологического исследования: гиперклеточный образец, мегакариоцитарная линия с признаками дисмегакариоцитопоэза слабой степени, эритроидная гиперплазия с признаками дизэритропоэза, гранулоцитарная гипоплазия с признаками дисгранулоцитопоэза слабой степени, лимфоцитарная гиперплазия/инфильтрация.
Гистологическое заключение подтвердило наличие аутоиммунной анемии с поражением поздних предшественников эритроцитов.
Комментарий:
По результатам цитологии и гистологии костного мозга были выявлены следующие изменения: материал высокой клеточности, эритроидная гиперплазия с признаками дисплазии (фото 1-4; представлены мегалобласты, наблюдаются анизоцитоз, микроцитоз), гранулоцитарная гипоплазия. Данные находки в совокупности с нерегенеративной анемией свидетельствуют о неэффективном эритропоэзе, что может наблюдаться при аресте созревания эритроидного ряда, об иммуноопосредованной анемии с атакой на клетки-предшественники, менее вероятен миелодиспластический синдром.
Спустя 3 недели с момента начала применения циклоспорина по результатам контрольных анализов крови отмечалась тенденция к повышению гематокрита (результат 24,7%; референтный интервал – 30–52%), через месяц гематокрит повысился до 30,4%, а спустя 6 месяцев – до 41,4%. В это же время был проведен повторный осмотр у кардиолога, по результатам которого было принято решение отменить «Ветмедин» и таурин.
Общее состояние Василисы оценивалось владельцем как хорошее, гематокрит стабильно находился в пределах референтного интервала, исходя из этого, автором было принято решение о снижении дозировки циклоспорина до 10 мг/кг 1 раз в 48 ч. Спустя 1,5 месяца после снижения дозировки результаты очередных лабораторных исследований крови снова показали нерегенеративную анемию (гематокрит – 14,6%). Попытка продолжить монотерапию циклоспорином в повышенной дозировке (15 мг/кг 1 раз в день) не была успешной, так как не способствовала росту гематокрита. Это привело к необходимости добавления второго иммуносупрессивного препарата, был назначен преднизолон в дозировке 1,5 мг/кг 1 раз в день. Принятые меры позволили остановить прогрессирование анемии и повысить гематокрит до желаемого уровня. В дальнейшем снизить дозировку преднизолона без ухудшения показателей красной крови получилось лишь до 1 мг/кг 1 раз в день.
Через 4 месяца после добавления преднизолона у пациента развился стероид-индуцированный сахарный диабет. Была предпринята попытка смены терапии «преднизолон + циклоспорин» на альтернативную – «хлорамбуцил + циклоспорин», однако это не привело к желаемому результату – не удавалось удерживать гематокрит в пределах референтного интервала (табл. 1). Пришлось снова вернуться на «рабочую» комбинацию «преднизолон + циклоспорин» и заняться поисками эффективного алгоритма контроля стероид-индуцированного сахарного диабета. Удерживать уровень глюкозы в крови (УГК) ниже 11 ммоль/л получилось с помощью смены рациона на влажный корм с минимальным содержанием углеводов и применению инсулина среднего действия – препарата «Левемир».
Доза введения «Левемира» напрямую зависела от УГК и рассчитывалась непосредственно перед инъекцией по следующей схеме: при УГК ниже 5,6 ммоль/л – пропуск введения инсулина, при 5,6–11 ммоль/л – введение 0,25 ЕД инсулина, а при УГК более 11 ммоль/л – введение 0,5 ЕД инсулина. В течение года возникали единичные эпизоды, когда требовалась доза инсулина выше 0,5 ЕД.
На момент написания статьи Василисе уже 2,5 года, и больше года она ежедневно принимает комбинацию «циклоспорин + преднизолон», что позволяет удерживать уровень гематокрита в пределах референтного интервала – 30–52%. Глюкокортикостероиды оказывают сложное и многогранное действие на функции организма. Они вмешиваются в углеводный, жировой и водно-электролитный обмен, играют важную роль в регуляции деятельности всех органов и тканей организма, поэтому неудивительно, что системная терапия преднизолоном вызывает разнообразные нежелательные побочные эффекты со стороны многих органов и систем. По прошествии 16 месяцев ежедневного применения, помимо стероид-индуцированного сахарного диабета, у Василисы отмечается анэстрия, умеренная саркопения, характерное перераспределением жировой ткани, задержка роста шерсти, истончение кожи и флебэктазия (фото 5, 6). Несмотря на внешние изменения кошки, владелец отмечает, что физическая активность и общее состояние питомца остаются на высоком уровне.
Обсуждение
У кошек с нерегенеративной анемией в качестве других дифференциальных диагнозов могут быть анемии, вызванные инфекцией FeLV, дефицитом железа (включая желудочно-кишечные кровотечения), миелодиспластическим синдромом, опухолевыми заболеваниями костного мозга и, реже, – дефицитом фолиевой кислоты или кобаламина12,13.Дефицит фолиевой кислоты и кобаламина был исключен по результатам анализов крови, инфекция FeLV была исключена неоднократно на основании отрицательных результатов диагностики на наличие провирусной ДНК вируса лейкемии кошек в образцах периферической крови и костного мозга пациента. Желудочно-кишечные кровотечения в молодом возрасте у кошек часто бывают следствием инвазии гельминтами Ancylostoma tubaeforme, однако в случае с описанным пациентом данная причина анемии была маловероятной, поскольку отсутствовали характерные клинические признаки. Несмотря на это, Василисе была проведена многократная обработка препаратами, содержащими мильбемицина оксим (начиная с 6-недельного возраста каждые 3 недели до достижения 8 месяцев). Железодефицитная анемия была исключена по результатам повышенной концентрации уровня железа в сыворотке и на основании присутствия в костном мозге многочисленных макрофагов, содержащих гемосидерин, что указывало на адекватное количество запасов железа в костном мозге.
Иммуноопосредованный патогенез направленный на клетки-предшественники эритроцитов подтвердился явным ответом на иммуносупрессивную терапию и рецидивом после снижения дозировки препаратов.
Анемия с ретикулоцитопенией у кошек развивается чаще, чем у собак. Причины этого неизвестны, но предполагается, что кошки чаще болеют хроническими заболеваниями, которые предрасполагают к развитию гипорегенеративной анемии. Ожидаемая продолжительность жизни эритроцитов у кошек составляет 73 дня, в то время как у собак она составляет 100–115 дней2. В кровотоке эритроциты подвергаются деформации, чтобы доставлять кислород к тканям и органам. Когда повреждений на эритроците накапливается слишком много, то он удаляется из кровотока клетками ретикулоэндотелиальной системы. Окислительное повреждение эритроцитов является одним из основных механизмов, ведущих к разрушению и ранней утилизации красных кровяных клеток из кровеносного русла3,4.
Эффективность эритропоэза нарушается в результате абсолютного или относительного снижения продукции эритропоэтина либо вследствие снижения ответа костного мозга на его стимуляцию. Эритропоэтин продуцируется преимущественно почками в перитубулярных интерстициальных клетках коры почек и наружного мозгового вещества. Почечная гипоксия является основным движущим фактором, стимулирующим синтез эритропоэтина. Его производство снижается как при острых, так и при хронических заболеваниях почек и является одной из частых причин возникновения нерегенеративной анемии у кошек5,6,7.
Таким образом, двумя основными патологическими механизмами, ведущими к нерегенеративной анемии, являются снижение или неэффективность эритропоэза и уменьшение продолжительности жизни эритроцитов.
Исходя из вышеизложенного, в основе нерегенеративной анемии у кошек может лежать широкий спектр заболеваний, однако в большинстве случаев первопричину обнаружить не удается1 (табл. 2).
Диагноз АГАПП ставится на основании наличия в анамнезе персистирующей нерегенераторной анемии (при отсутствии основного заболевания, объясняющего возникновение анемии) и результатов исследования костного мозга, подтверждающих неэффективный эритропоэз14.
Лечение данной патологии заключается в длительном применении иммуносупрессивной терапии и переливании компонентов крови при выраженной гипоксии (табл. 3). Владельцы должны быть готовы денежным затратам на протяжении недель, а иногда и месяцев лечения до достижения регенеративного ответа и клинической ремиссии15,16,17.
На сегодняшний день представлено мало информации об аутоиммунной гемолитической анемии с поражением клеток-предшественников у кошек и отсутствуют оптимальные иммуносупрессивные протоколы для кошек, позволяющие добиться максимально эффективного лечения и длительной выживаемости пациентов. Именно поэтому данный случай является ценным в практике автора статьи.
Список литературы:
- Winzelberg Olson S., Hohenhaus A. E. Feline non-regenerative anemia: Diagnostic and treatment recommendations. J Feline Med Surg, 21(7): 615–631, Jul 2019. doi: 10.1177/1098612X19856178. PMID: 31234748.
- Smith J. E. Erythrocytes. Adv Vet Sci Comp Med, 36: 9–55, 1991.
- Balakrishnan A., Drobatz K. J. and Reineke E. L. Development of anemia, phlebotomy practices, and blood transfusion requirements in 45 critically ill cats (2009–2011). J Vet Emerg Crit Care, 26: 406–411, 2016.
- Christopher M. M., White J. G. and Eaton J. W. Erythrocyte pathology and mechanisms of Heinz body-mediated hemolysis in cats. Vet Pathol, 27: 299–310, 1990.
- Randolph J. E., Scarlett J. M., Stokol T., et al. Expression, bioactivity, and clinical assessment of recombinant feline erythropoietin. Am J Vet Res, 65: 1355–1366, 2004.
- Cowgill L. D., James K. M., Levy J. K., et al. Use of recombinant human erythropoietin for management of anemia in dogs and cats with renal failure. J Am Vet Med Assoc, 212: 521–528, 1998.
- Chalhoub S., Langston C. E. and Farrelly J. The use of darbepoetin to stimulate erythropoiesis in anemia of chronic kidney disease in cats: 25 cases. J Vet Intern Med, 26:363–369, 2012.
- Black V., Adamantos S., Barfield D., Tasker S. Feline non-regenerative immune-mediated anaemia: features and outcome in 15 cases. J Feline Med Surg, 18: 597–602, 2016.
- Lucidi C. A., de Rezende C. L. E., Jutkowitz L. A., Scott M. A. Histologic and cytologic bone marrow findings in dogs with suspected precursor-targeted immune-mediated anemia and associated phagocytosis of erythroid precursors. Vet Clin Pathol, 46: 401–415, 2017. doi: 10.1111/vcp.12502.
- Assenmacher T. D., Jutkowitz L. A., Koenigshof A. M., de A Lucidi C., Scott M. A. Clinical features of precursor-targeted immune-mediated anemia in dogs: 66 cases (2004–2013). J Am Vet Med Assoc, 255(3): 366–376, Aug 1, 2019. doi: 10.2460/javma.255.3.366. PMID: 31298643
- Akiyoshi M., Hisasue M., Neo S., Akiyoshi M. Presumptive precursor-targeted immune mediated anemia concurrent with gastrointestinal lymphoma in a cat. J Vet Med Sci, 82(11): 1570–1576, Nov 12, 2020. doi: 10.1292/jvms.20-0386. Epub 2020 Aug 28. PMID: 32863286; PMCID: PMC7719880.
- Rizzi T. E., Clinkenbeard K. D., Meinkoth J. H. Normal hematology of the cat, pp. 811–820, 2010. In: Schalm’s Veterinary Hematology, 6th ed. (Weiss D. J. and Wardrop K. J. eds.), Wiley-Blackwell, Ames.
- Stockham S. L., Scott M. A. Bone marrow and lymph node. pp. 323–368, 2008. In: Fundamentals of Veterinary Clinical Pathology, 2nd ed. (Stockham S. L. and Scott M. A. eds.), Blackwell Publishing, Ames.
- Kohn B., Weingart C., Eckmann V., et al. Primary immune mediated hemolytic anemia in 19 cats: diagnosis, therapy and outcome (1998–2004). J Vet Intern Med, 20: 159–166, 2006.
- Viviano K. R. and Webb J. L. Clinical use of cyclosporine as an adjunctive therapy in the management of feline idiopathic pure red cell aplasia. J Feline Med Surg, 13: 885–895, 2011.
- Basek L. M. and Macintire D. K. Treatment of primary immune mediated hemolytic anemia with mycophenolate mofetil in two cats. J Vet Emerge Crit Care, 21: 45–49, 2011.
- Hisasue M., Okayama H., Okayama T., et al. Hematologic abnormalities and outcome of 16 cats with myelodysplastic syndromes. J Vet Intern Med, 15:471–477, 2000.
- Iwanaga T., Miura N., Miyoshi N., et al. Abnormal erythroid cell proliferation and myelofibrosis in a cat. J Vet Med Sci, 74: 909–912, 2012.
vetpeterburg