Немного анатомии
Нижние дыхательные пути у большинства видов рептилий состоят из голосовой щели, гортани, трахеи, парных бронхов и парных легких. Газообмен, как правило, происходит только в легких, хотя некоторые водные черепахи могут осуществлять дополнительный газообмен в клоаке, глотке или через кожу.Трахея и бронхи выстланы многорядным реснитчатым эпителием, секреторными и бокаловидными эпителиальными клетками (фото 1). Эти клетки продолжаются в легкие у тех рептилий, у которых есть внутрилегочные бронхи. Крокодилы и черепахи имеют замкнутые кольца трахеи (фото 2), тогда как представители отряда чешуйчатых (змеи и ящерицы) имеют незамкнутые кольца трахеи (фото 3).
Трахея у большинства черепах имеет весьма короткую длину, парные бронхи следуют до области основания сердца, где, изгибаясь под углом до 120° в дорсальном направлении, переходят в легкие. Эта анатомическая особенность черепах затрудняет эндоскопическую оценку дистальных частей бронхов и проксимальной части легких при проведении жесткой бронхоскопии. Длина трахеи у большинства змей и ящериц больше, чем у черепах, а бронхи перед входом в легкие, как правило, не имеют каких-либо значимых изгибов.
Легкие пресмыкающихся по количеству камер можно классифицировать на однокамерные (у большинства видов змей, гекконов, лацертид, гаттерий), многокамерные (у варанов, ядозубов, черепах, водных змей) и переходные (у игуан, агам, хамелеонов).
Черепахи имеют два практически равных по размеру многокамерных легких, занимающих почти всю дорсальную часть целомической полости, при этом каудальные полюса легких достигают краниальных полюсов почек. У всех черепах бронх, попадая в легкое, остается не разветвленным по всей длине легкого. В зависимости от семейства легкое черепах подразделяется на камеры, количество камер колеблется от 3 до 119. Каждая камера открывается в центральный внутрилегочный бронх1.
У большинства ящериц правое и левое легкие сопоставимы по размеру и занимают краниальную половину целомической полости. Ящерицы различаются по структуре легких. Члены (несколько изученных) семейств Iguanidae, Agamidae и Chamaeleonidae имеют переходные легкие. У хамелеонов есть щупальцевые дивертикулы, выступающие из легких. Из ящериц вараны и ядозубы уникальны наличием многокамерных легких.
У змей легкое имеет вытянутую форму, постепенно сливаясь в воздушный мешок, который заканчивается в кишечной брыжейке вблизи желчного пузыря у наземных видов и в области клоаки у некоторых водных видов.
У всех видов змей развито правое легкое. У представителей семейства ложноногих также есть левое легкое (фото 4). Легкое у змей делится на проксимальную часть (функциональное сосудистое легкое) и дистальную бессосудистую часть – воздушный мешок, в котором отсутствует дыхательный эпителий. При этом большую часть объема дыхательных путей составляет воздушный мешок, он может служить резервуаром для кислорода в периоды апноэ. У водных змей он также может выступать в качестве органа, отвечающего за плавучесть. Представители американских червеобразных змей (семейство Anomalepididae), слепозмеек (семейство Typhlopidae), бородавчатых змей (семейство Acrochordidae), в отличие от большинства змей, имеют многокамерные легкие.
У представителей семейств ложноногих и ужеобразных дыхательная (функциональная) часть легкого располагается между сердцем и краниальным полюсом печени (фото 5), в то время как у большинства представителей семейств гадюковых и аспидовых функциональная часть легкого расположена краниальнее сердца.
Трахея, попадая в легкое, образует единственный неветвящийся бронх. У некоторых видов змей существует специальное дорсальное выпячивание трахеи, в котором осуществляется дополнительный газообмен в периоды длительной компрессии легких проглоченной добычей (фото 6). Как правило, бронх заканчивается на уровне перехода от дыхательной части легкого к воздушному мешку, но у некоторых видов он может продолжаться в воздушный мешок (у змей из рода африканских гадюк и у некоторых представителей семейства ужеобразных)4.
Легочная паренхима пресмыкающихся подразделяется путем соединения перегородок, или трабекул, в конечные функциональные единицы (где непосредственно осуществляется газообмен): фавеолы, глубина которых больше их ширины, либо эдикулы, ширина которых больше их глубины. Такая структурная организация паренхимы придает легким рептилий вид, напоминающий соты (фото 7, 8). Также была описана трабекулярная паренхима, которая может состоять из одного слоя уплощенных трабекул, интимно связанных с легочной стенкой9.
При проведении световой микроскопии в поперечном разрезе фавеолярная паренхима легких открывается в большую центральную камеру, близкие фавеолы и эдикулы разделены соединительнотканными перегородками, где содержатся кровеносные сосуды и агрегаты лимфоидных клеток. На апикальном полюсе каждой фавеолы и эдикулы располагается тяж гладкомышечных клеток, в поперечном сечении представляющий собой дискретный мышечный пучок (фото 9). Поверхность легких, лежащая над гладкомышечными пучками, покрыта слоем столбчатого реснитчатого эпителия, в то время как перегородки, образующие внутренние полости эдикул и фавеол, с обеих сторон покрыты слоем альвеолярного (дыхательного) эпителия. Последний, в свою очередь, состоит из плоских выстилающих клеток (клетки I типа), в которых непосредственно происходит газообмен, и кубических клеток (клетки II типа), содержащих в своей цитоплазме множество гранул, продуцирующих поверхностно-активные вещества4.
Техническое оснащение
Прямую пульмоноскопию, при выполнении которой эндоскоп вводится через трахею и продвигается в легкие, у пресмыкающихся проводят с помощью жестких (реже – гибких) эндоскопов разного диаметра в зависимости от размера животного, длины и диаметра трахеи. Для молодых или небольших по размеру рептилий можно использовать жесткие эндоскопы диаметром от 1,9 до 2,1 мм, длиной от 10 до 18 см, с углом обзора 30°.
Жесткие эндоскопы диаметром 2,7 мм, длиной 18 см, с углом обзора 30° и тубусом 4,8 мм или эндоскопы диаметром 1,9 мм и тубусом 3,3 мм с рабочим каналом позволяют использовать гибкие эндоскопические инструменты (1,7 мм или 1,0 мм соответственно). Гибкие щипцы для биопсии, иглы для инъекций/аспирации и гибкие щетки используются с целью отбора материала для биопсии, цитологии и бактериологического посева. Для крупных рептилий подходят эндоскопы диаметром 4 мм, длиной 30 см, с углом обзора 30° или гибкие бронхоскопы небольших диаметров (2,5–5,9 мм).
Анестезиологическое сопровождение
Прямая пульмоноскопия – короткая и безболезненная манипуляция, как правило, не требующая анальгезии. Краткосрочная анестезия может быть достигнута внутривенным/внутрисердечным введением пропофола или масочным мононаркозом с использованием изофлурана/севофлурана.
Для чрескарапаксиальной (chelonian transcarapacial pulmonoscopy - пульмоноскопия, осуществляемая через остеотомическое отверстие) или чрескожной пульмоноскопии требуется применение анальгетиков (морфин, фентанил, гидроксиморфин), также приемлемым вариантом является местная анестезия с последующим переходом на ингаляционную анестезию изофлураном/севофлураном10.
Показания к проведению трахеобронхоскопии/пульмоноскопии
Целью проведения прямой пульмоноскопии (эндоскоп вводится через трахею и продвигается в легкие) является визуальная оценка нижних отделов дыхательных путей, забор материала для цитологического, гистологического, бактериологического исследований.Пульмоноскопия показана животным с клиническими признаками респираторных заболеваний, включающими тахипноэ, одышку, выделения из трахеи, дыхание с открытым ртом, принятие вынужденных поз при дыхании.
Пульмоноскопия позволяет проводить минимально инвазивную и в то же время детальную визуальную оценку слизистой оболочки трахеи, бронхов, легкого и воздушного мешка5 6 7.
Первым методов исследования нижних дыхательных путей у рептилий является
традиционная прямая трахеоскопия/пульмоноскопия, вторым – чрескожная пульмоноскопия, чрескарапаксиальная пульмоноскопия (у черепах).
Чрескожная пульмоноскопия позволяет детально исследовать дистальный сегмент дыхательной системы и косвенно оценить некоторые внутренние органы рептилий6. Прямыми показаниями к проведению чрескожной пульмоноскопии у рептилий, по мнению автора статьи, являются отсутствие выраженной экссудации из трахеи у животных с клинической картиной заболеваний нижних дыхательных путей, отрицательные результаты бактериологического посева материала, полученного при бронхоальвеолярном лаваже (БАЛ), диссеминированные поражения в легких, подтвержденные неинвазивными методами диагностики (рентген, КТ)3.
Типы пульмоноскопий
Прямая трахеоскопия – это относительно быстрая и безболезненная процедура. У черепах она позволяет оценить слизистую трахеи и проксимальной части бронхов. Исследование дистальной части бронхов и проксимальной части легких с помощью тонких гибких эндоскопов возможно только у крупных черепах. У более мелких видов черепах разработаны два альтернативных способа оценки легочной ткани: чрескарапаксиальная пульмоноскопия и чрескожная пульмоноскопия, проводимая в области паховой ямки.
Чрескарапаксиальная пульмоноскопия осуществляется через просверленное отверстие в костях карапакса над пораженным участком легкого, выявленным посредством визуальных методов диагностики. Во время максимального вдоха мембрана легкого прокалывается троакаром или прямым гемостатическим зажимом, появление запаха изофлурана/севофлурана подтверждает перфорацию мембраны легкого. Эндоскоп располагают в отверстии для визуальной оценки участка легочной ткани, жесткие эндоскопы ограничивают угол обзора легких через отверстие остеотомии. После проведения манипуляции в отверстие остеотомии можно поместить катетер (для введения лекарственных препаратов непосредственно в очаг поражения), закрепленный с помощью тканевого клея или эпоксидного полимера. Катетер может быть удален через несколько дней или недель. Отверстие в карапаксе закрывается эпоксидным или акриловым полимером. Заживление, как правило, занимает 3–4 месяца.
Чрескожная пульмоноскопия у черепах осуществляется через паховую ямку. Этот доступ в просвет легкого возможен у видов, имеющих относительно большую паховую ямку, которая облегчает проведение целиотомии и идентификацию каудального отдела легкого у ложноногих или удавообразных змей семейства Boidae.
Приблизительно в центре паховой ямки производится разрез кожи (от 1 до 3 см в зависимости от размера пациента), подлежащие мышцы и мембрана плевроперитонеума перфорируются тупым методом. Как правило, каудолатеральная поверхность легкого без труда визуализируется в операционной ране на максимальном вдохе. Два удерживающих шва накладываются на каудовентральную границу легкого, затем легкое подтягивается к операционной ране, производится небольшой разрез через тонкую бессосудистую часть легкого для доступа эндоскопа (фото 10, 11). После удаления эндоскопа легкое и целиотомическая рана ушиваются. Такой доступ обеспечивает большую маневренность эндоскопа при осмотре легкого (у некоторых животных возможен осмотр ростральной части легкого)2.
Прямая трахеобронхоскопия у ящериц не представляет технических трудностей. Животное в наркозе располагается лежа на спине или животе с вытянутой головой и шеей. Поскольку трахеобронхоскопия подразумевает использование эндоскопов без тубусов, рекомендуется вставлять в рот животным проводник (например, обрезанный шприц подходящего размера) во избежание травм ротовой полости и порчи дорогостоящего оборудования. Эндоскоп вводится через гортанную щель и осторожно продвигается под прямым визуальным контролем в трахею/бронхи. Полная окклюзия трахеи во время процедуры, как правило, хорошо переносится всеми рептилиями. Наличие экссудата, паразитов, гранулем, а также травм и дефектов слизистой оболочки можно легко обнаружить при трахеобронхоскопии2.
Чрескожная пульмоноскопия у ящериц осуществляется через паракостальный и парамедиальный доступы по аналогии с пульмоноскопией у черепах (фото 12).
Прямая трахеобронхоскопия у змей технически не отличается от проведения данной манипуляции у черепах и ящериц. В связи с линейной анатомией змеи имеют самую длинную трахею среди рептилий, что затрудняет оценку легких при прямой трахеобронхоскопии.
Чрескожная пульмоноскопия у змей осуществляется в левом латеральном положении (для исследования правого легкого у большинства видов змей) или в правом латеральном положении для доступа к левому легкому. После асептической подготовки кожи производится небольшой (1,5–2 см) разрез, составляющий 35–45 % от общей длины тела от носа до разреза2 5 6 11. По мнению автора статьи, перед проведением чрескожной пульмоноскопии необходимо иметь данные компьютерной томографии для точной локализации очага и планирования хирургического доступа. Как правило, доступ должен осуществляться на переходной части легкого от фавеолярной части к воздухоносному мешку или в краниальной части воздухоносного мешка. Мышцы целома и целомическая мембрана перфорируются тупым методом с помощью гемостатического зажима, на максимальном вдохе визуализируется латеральная поверхность легкого/воздухоносного мешка, на бессосудистую часть накладываются два удерживающих шва, легкое подтягивается до уровня разреза кожи, перфорируется ножницами или зажимом. Жесткий эндоскоп с тубусом или без него (либо гибкий эндоскоп в случае с крупными змеями) вводится в полость легкого краниально для оценки фавеолярной поверхности легких (фото 13). Направляя эндоскоп каудально, оценивается воздухоносный мешок, также через тонкий воздухоносный мешок может быть произведена визуальная оценка печени, каудальной полой вены, желчного пузыря. При обнаружении патологических изменений из пораженной части легкого производится забор материала для цитологического, бактериологического, гистологического исследований. Разрез легкого закрывается простыми узловатыми швами (рассасывающимся шовным материалом) в один этаж. Целомическая рана закрывается послойно.
Выводы:
Пульмоноскопия (прямая и чрескожная) – диагностический метод, позволяющий детально визуализировать нижние дыхательные пути рептилий, а также получить образцы для диагностических тестов непосредственно из пораженного участка легкого.Данный метод рекомендован для применения у рептилий с клиническими проявлениями респираторных заболеваний.
Пульмоноскопия (как прямая, так и чрескожная) безопасна, единственным известным противопоказанием для ее проведения являются риски, связанные с анестезией5 9 11.
Список литературы:
- Fleetwood J. N. and Munnell J. F. Morphology of the airways and lung parenchyma in hatchlings of the loggerhead sea turtle, Caretta caretta. J Morphol 227, p. 289–304, 1996.
- Hernandez-Divers S. J. Diagnostic endoscopy. In: Mader D. R., Divers S. J., editors. Current therapy in reptile medicine and surgery. St Louis (MO): Elsevier Saunders, p. 154–78, 2014.
- Hernandez-Divers S. J., Shearer D. Pulmonary mycobacteriosis caused by Mycobacterium haemophilum and Mycobacterium marinum in a royal python. J Am Vet Med Assoc, 220: 1661–3, 2002.
- Jacobson E. R. Bacterial diseases of reptiles. In: Jacobson E, editor. Infectious diseases and pathology of reptiles. Boca Raton (FL): CRC Press, p. 461–526, 2007.
- Jekl V., Knotek Z. Endoscopic examination of snakes by access through an air sac. Vet Rec, 158: 407–410, 2006.
- Jekl V., Knotek Z. Pulmonoscopy of Snakes. Vet Clin Exot Anim, 2015.
- Knotek Z., Kley N., Hess C., et al. Treatment of Chronic Pneumonia in a Burmese Python using the Air Sac Tube Placement Technique. Proc 7th Congres international sur les Animaux Sauvages et Exotique Yaboumba, Muséum national d'Histoire Naturelle. Paris, March 26–28, p. 207, 2010.
- Murray M. J. Pneumonia and lower respiratory tract disease. In: Mader D. M., ed. Reptile medicine and surgery. 2nd ed. St Louis: Elsevier, p. 865–877, 2006.
- Perry S. F. Lungs: comparative anatomy, functional morphology, and evolution, in Biology of the Reptilia, Vol 19, Gans C. and Gaunt A. S. (Eds.). Society for the Study of Amphibians and Reptiles, Ithaca, NY, p. 1–92, 1998.
- Sladky K. Analgesia. In: Mader D. R., Divers S. J. (Eds.). Current therapy in reptile medicine and surgery. St Louis (MO): Elsevier Saunders, p. 217–28, 2014.
- Stahl S. J., Hernandez-Divers S. J., Cooper T. L., et al. Evaluation of transcutaneous pulmonoscopy for examination and biopsy of the lungs of ball pythons and determination of preferred biopsy specimen handling and fixation procedures. J Am Vet Med Assoc, 233: 440–5, 2008.
vetpeterburg