Ингаляционная анестезия и интубация кроликов

Автор: Мелентьев Олег Николаевич, кандидат ветеринарных наук, доцент кафедры болезней птиц, рыб, пчел и пушных зверей ФБГОУ ВПО «Санкт-Петербургская государственная академия ветеринарной медицины», ветеринарный врач центра ветеринарной медицины “Ветус”.

Препаратом выбора для ингаляционной анестезии кроликов является изофлюран. Введение в наркоз осуществляется концентрацией 2–3%, поддержание анестезии – 1–2% в 100% кислороде через лицевую маску, ларингеальную или эндотрахеальную трубку. В настоящее время для ингаляционной анестезии применяют изофлюран, галотан, закись азота, севофлуран, обладающие сходными свойствами. Они вызывают сон, но не оказывают анальгезирующего действия, отличаются друг от друга по своей эффективности [1; 3; 16]. Закись азота – газ, оказывающий минимальное воздействие на сердечно-сосудистую и дыхательную системы. У кроликов его способность вызывать анестезию в 2 раза меньше, чем у человека, и он используется преимущественно для введения в наркоз. Закись азота также воздействует на опиатные рецепторы, что используют для поддержки анальгезии. Имеются негативные последствия применения этого препарата: он может вызывать гипоксию и проникать в другие доступные для газообразных веществ места [11].
Смесь 50/50% оксида азота и кислорода облегчает индукцию в анестезию перед применением других газов. Когда удовлетворительный уровень анестезии достигнут, окись азота удаляют, так как существует риск его проникновения в другие органы, например в слепую кишку. Риск проникновения в органы желудочно-кишечного тракта выше у кроликов со сниженной моторикой [16].
Фторотан – Галотан (Halothane) много лет является препаратом выбора для газового наркоза кроликов, хотя в настоящее время чаще используют изофлюран. Галотан негорюч, вызывает быстрое введение в наркоз, быстрое восстановление и хорошую мускульную релаксацию. Он расширяет сосуды и вызывает падение давления. Галотан может повышать чувствительность миокарда к катехоламинам в случае продолжительной анестезии [3]. Применяют с использованием нереверсивного дыхательного контура: вводный наркоз 2–4%, поддержание 0,25–2,0% [11].
Изофлюран (Isoflurane) – ингаляционный препарат для общей анестезии с характерным затхлым эфирным запахом. У кроликов он быстро выделяется через респираторную систему и только около 0,2% метаболизируется в печени [10]. Это безопасный анестетик для животных с нарушенной функцией печени и почек, имеет некоторые преимущества перед галотаном и рекомендован для анестезии кроликов.
Предположение, что изофлюран может обладать защитным эффектом на мозг, было подтверждено исследованиями, в которых изофлюран сохранял энергетическое состояние мозга во время ишемии. На модели кроликов с острой гипотензией, вызванной кровопотерей, было показано, что накопление лактата в мозге существенно меньше, а содержание АТФ и фосфокреатинина достоверно выше на фоне 3% изофлюрана (2 МАС), чем на фоне 70% закиси азота [11]. Он не угнетает сократимость миокарда так сильно, как галотан. Установлено, что минимальная альвеолярная концентрация (MAC) у кроликов составляет 2,05% в отличие от 1,34% у птиц и 1,68% у кошек. MAC – это концентрация анестетика в альвеолах, которая предотвращает сокращение мышц в ответ на болевое раздражение у 50% особей [10]. Введение в анестезию осуществляется концентрацией 2–3% и поддерживается 0,25–2%. Проблемой егоиспользования является задержка дыхания в ответ на запах газа у слишком легко анестезированных кроликов.
В настоящее время начинают применять и другие ингаляционные анестетики. Так, на 34 новозеландских белых кроликах было успешно испытано сочетание пропофола внутривенно в дозе 16+/–5 мг/кг для индукции в анестезию с севофлюраном 4,0+/–0,5% в кислороде для овариогистерэктомии (Allweiler S. et al., 2010) [2].
Эндотрахеальная интубация затруднена у кроликов из-за трудности визуализации гортани. Рот кроликов широко не открывается, и широкое основание языка занимает большую часть носоглотки, закрывая гортань. Невозможно увидеть гортань без ларингоскопа, аурископа или эндоскопа [13]. Но даже с использованием перечисленного оборудования может быть затруднен обзор гортани у кроликов мелких пород. Голосовая щель (или вход в глотку) обычно очень узкая и может пропустить только маленькую эндотрахеальную трубку. Обычно для интубации кролика массой 2,5 кг используют трубку диаметром 2,5 мм. Осторожность необходима для предотвращения ятрогенного повреждения гортани и глотки, ларингоспазма и респираторного дистресса [7].

Различные способы интубации кроликов

Слепая интубация. Возможно проведение интубации кролика без визуализации гортани. После введения в анестезию кролика помещают в лежачее положение на спине, шею вытягивают так, чтобы она составляла прямую линию от ротового отверстия до гортани. Использование роторасширителя не нужно и даже противопоказано, так как он стимулирует жевательные движения. Лигнокаина гидрохлорид (Intubeze) распыляют как можно глубже в ротовую полость, двигая головой так, чтобы жидкость протекла через язык в гортань. Через одну-две минуты, когда местная анестезия подействует, трубку проводят через щель к входу в гортань. При правильном расположении конца эндотрахеальной трубки, если приложить к ее просвету ухо, слышны дыхательные звуки. Когда дыхательные звуки слышны, трубку осторожно продвигают вперед при каждом вдохе. Можно использовать водорастворимый лубрикант с лидокаином луан (Luan), содержащий 1% лидокаина гидрохлорид, – им непосредственно перед началом исследования тщательно, одним слоем смазывают поверхность инструмента, который будет введен.
Необходимо наблюдать за дыхательными движениями кролика все время продвижения трубки. Дыхательные звуки становятся громче по мере продвижения трубки к гортани, особенно громкими они будут, когда трубка проникает в гортань. Если дыхательные звуки уменьшаются при продвижении трубки в глубину, значит, она проникла в пищевод, в этом случае чувствуется сопротивление. Если трубка проникла через голосовую щель в гортань, кролик обычно кашляет и дыхательные звуки становятся слышны через трубку. Образование конденсата на стенках эндотрахеальной трубки подтверждает правильность позиции. Если трубка была введена в пищевод, ее можно пропальпировать рядом с трахеей. Если первая попытка закончилась безрезультатно, следующую процедуру следует проводить, используя трубку меньшего диаметра.
Интубация с визуализацией гортани. У крупных кроликов гортань можно увидеть с помощью эндоскопа, ларингоскопа или отоскопа. Применяют отоскоп или ларингоскоп (клинок размера 0–1), используемые в педиатрии. Для интубации кролика помещают в одну из двух позиций: на спину или на грудь с вытянутой шеей. Может возникнуть необходимость отодвинуть мягкое небо от надгортанника концом эндотрахеальной трубки так, чтобы был виден вход в гортань [17]. Для облегчения интубации следует использовать проводник. Мочевой катетер маленького размера можно ввести в эндотрахеальную трубку перед введением ее в гортань и использовать его как проводник [7]. Другой способ – сначала ввести тонкий (1,9 мм) полугибкий эндоскоп, позволяющий увидеть гортань, и ввести в нее эндотрахеальную трубку. Для интубации кроликов используют эндотрахеальные трубки как с манжетой, так и без нее [14].
Многие исследователи считают, что после эндотрахеальной интубации кролики предрасположены к развитию угрожающих жизни осложнений. В одном из исследований утрех кроликов, которым проводилась интубация трубкой из поливинилхлорида длиной 12 см и диаметром 2,5 мм, через 17–21 день после интубации появилось диспноэ, два кролика погибли, несмотря на лечение, третьего эутаназировали. При патологоанатомическом исследовании во всех трех случаях обнаружен очаговый трахеит, причиной которого было механическое повреждение слизистой и химический ожог остатками дезинфицирующих средств (Grint N. J. et al., 2006) [8]. В другом исследовании у 6 из 15 кроликов после интубации отмечали цианоз и одышку, двое из них погибли из-за обструкции дыхательных путей некротизированными участками слизистой трахеи [12]. Профилактику возможных осложнений, связанных с интубацией, можно осуществлять коротким курсом метилпреднизолона [5] или дексаметазона [6].
Назальная интубация является альтернативой эндотрахеальной. Для этого можно использовать тонкую мягкую назогастральную трубку диаметром 1,0–1,5 мм. Этот способ позволяет создавать высокое положительное давление и успешно вводить наркозную смесь в носоглотку [15]. Назальная интубация используется у маленьких кроликов, у которых затруднена интубация через гортань. Иногда невозможно ввести назальную трубку, если корни резцов повреждают носовой ход. Назальная интубация сопровождается риском проникновения патогенной микрофлоры, в первую очередь Pasteurella multocida, из носовой полости в трахею и затем в легкие.
Альтернативой интубации является использование ларингеальной маски, изучение такого вида поддержания анестезии на 50 кроликах показало его эффективность и относительную простоту применения, так как такая маска может быть легко и быстро установлена и правильность ее установки легко проверить [9]. В другом исследовании сравнивали эффективность и простоту применения эндотрахеальной трубки с манжетой, без манжеты и ларингеальной маски (Smith J. C. et al., 2004). Исследователи сделали вывод, что поддержание анестезии происходит одинаково эффективно во всех случаях, а использование ларингеальной маски технически проще; в зоне дыхания хирурга изофлюран не обнаруживался ни при каком способе интубации [14].
Некоторые исследователи считают, что использование ларингеальной маски предпочтительнее, чем лицевой, так как в этом случае обеспечивается лучшая проходимость дыхательных путей при сохранении спонтанного дыхания, а в случае необходимости возможна принудительная вентиляция легких, возможным неблагоприятным последствием которой является тимпания желудка (Bateman L. et al., 2005) [4]. Выведение из организма ингаляционных анестетиков происходит практически без участия печени и почек, данная анестезия является более управляемой, чем анестезия с использованием инъекционных препаратов, и, следовательно, более безопасной, особенно для пациентов группы риска.

Литература:

Дональд К. Пламб. Фармакологические препараты в ветеринарной медицине // М., 2002.– 856 с.
Allweiler S., Leach M. C., Flecknell P. A. The use of propofol and sevoflurane for surgical anaesthesia in New Zealand White rabbits // Lab Anim. 2010 Apr; 44(2):113–7. Epub 2010 Jan 13.
Atherley R. J., Antognini J. F. A rapid and simple method for determination of halothane, isoflurane and sevoflurane in blood using gas chromatography // Biomed Chromatogr. 2004 Nov; 18(9):714–8.
Bateman L., Ludders J. W., Gleed R. D., Erb H. N. Comparison between facemask and laryngeal mask airway in rabbits during isoflurane anesthesia // Vet Anaesth Analg. 2005 Sep; 32(5):280–8.
Fidan H., Sahin O., Fidan F., Ela Y., Songur A., Yağmurca M. Oedema risk of endotracheal intubation in rabbits with cessation of steroid therapy // Tuberk Toraks. 2008; 56(4):414–21.
Funda A., Guniz M., Sibel E., Huseyin O. The effects of intratracheal dexamethasone on acute lung injury in rabbits-experimental study // Middle East J Anesthesiol. 2005 Feb; 18(1):161–71.
Gilroy, A. Endotracheal intubation of rabbits and rodents // J Am Vet Med Assoc., 1981; 183, 1295.
Grint N. J., Sayers I. R., Cecchi R., Harley R., Day M. J. Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits // Lab Anim. 2006 Jul;40(3):301–8.
Kazakos G. M., Anagnostou T., Savvas I., Raptopoulos D., Psalla D., Kazakou I. M. Use of the laryngeal mask airway in rabbits: placement and efficacy // Lab Anim (NY). 2007 Apr; 36(4):29–34.
Marano G., Formigari R., Grigioni M., Vergari A. Effects of isoflurane versus halothane on myocardial contractility in rabbits: assessment with transthoracic two-dimensional echocardiography // Lab Anim., 1997; 31, 144–150.
Newberg L. A., Michenfelder J. D. Cerebral protection by isoflurane during hypoxemia or ischemia // Anesthesiology. 1983; V. 59 p. 29–35.
Phaneuf L. R., Barker S., Groleau M. A., Turner P. V. Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits // J Am Assoc Lab Anim Sci. 2006 Nov; 45(6):67–72.
Price H. Intubating rabbits // Vet Rec. 2007 May 26; 160(21):744.
Smith J. C., Robertson L. D., Auhll A., March T. J., Derring C., Bolon B. Endotracheal tubes versus laryngeal mask airways in rabbit inhalation anesthesia: ease of use and waste gas emissions // Contemp Top Lab Anim Sci. 2004 Jul; 43(4):22–5.
Stephens Devalle J. M. Successful management of rabbit anesthesia through the use of nasotracheal intubation // J Am Assoc Lab Anim Sci. 2009 Mar; 48(2):166–70.
Wixson S. K. Anesthesia and analgesia. In The Biology of the Laboratory Rabbit, Academic Press, 2nd edn. 1994 (P.J. Manning and D.H. Ringler, eds). pp 87–109.
Worthley S. G., Roque M., Helft G. et al: Rapid oral endotracheal intubation with a fibreoptic scope in rabbits: a simple and reliable technique // Lab Anim 34, 2000: 199–201.