Специализированное научно-практическое издания для ветеринарных врачей и студентов ветеринарных ВУЗов.

Автор: Прасолова Д. М., ветеринарный врач, специалист по болезням экзотических животных. Сеть ветеринарных центров «Котонай», г. Санкт-Петербург.

Введение

Герпесвирусные инфекции широко распространены и встречаются у большого количества животных, включая рыб, амфибий, рептилий³¹ и даже беспозвоночных моллюсков⁸.
Порядок вирусов Herpesvirales содержит большое количество вирусов с оболочкой и двухцепочечной ДНК, имеющих общие структурные, генетические и биологические свойства и широкий круг заражаемых хозяев. Порядок делится на 3 семейства^8,11. Одно из этих семейств – герпесвирусы – содержит вирусы, заражающие млекопитающих, птиц, рептилий, и, в свою очередь, подразделяется на 3 подсемейства: Alpha-, Beta- и Gammaherpesvirinae. Члены этих подсемейств упоминаются как альфа-, бета- и гамма-герпесвирусы соответственно^8,11.
На данный момент все герпесвирусы рептилий относятся к альфа-герпесвирусам²⁵. Они были обнаружены в каждом из отрядов рептилий, кроме отряда клювоголовых (Rhynchocephalia)¹⁵. В частности, герпесвирусоподобные частицы были выявлены у зеленой игуаны (Iguana Iguana)⁵, изумрудного варана (Varan prasinus)³³, зеленой ящерицы (Lacerta viridis)²⁹, большого геррозавра (Gerrhosaurus major)³⁴, индийской кобры (Naja naja)²⁷, моноклевой кобры (Naja naja kaouthia)³⁰ и гребнистого крокодила (Crocodylus porosus)²⁰.

Чаще всего хозяевами данных вирусов становятся черепахи (Chelonia). Герпесвирусные инфекции были описаны в основном у морских (семейство Cheloniidae) и сухопутных (семейство Testudinidae) видов черепах 12, однако существуют упоминания о герпесвирусоподобных заболеваниях у пресноводных черепах. В 2014 году у внезапно погибшей иероглифовой черепахи (Pseudemys concinna concinna) был выделен и описан герпесвирус американских пресноводных черепах (EmyHV-1)¹³, позже он был выделен и у других видов пресноводных черепах (Graptemys geographica, Chrysemys picta).²⁶
У морских черепах выделяют фибропапилломатоз, ассоциированный с герпесвирусом (также известный, как Chelonid HV-5 [ChHV-5]), вирус, вызывающий заболевания легких, глаз и трахеи (также известный как Chelonid HV-6 [ChHV-6]), генитально-респираторный вирус герпеса [LGRV] (Caretta caretta) и вирус оро-кожного герпеса головастых морских черепах (Caretta caretta)¹².
У сухопутных черепах (Testudinidae) были выделены четыре герпесвируса, которые вошли в состав современной номенклатуры герпесвирусов сухопутных черепах (Testudinid Herpesviruses 1–4 [от TeHV-1 до TeHV-4])¹⁵, при этом герпесвирусные частицы обнаруживались в тканях не только у больных, но и у здоровых особей.

В ходе многочисленных исследований было доказано, что эти вирусы генетически связаны, поэтому изначально все герпесвирусы черепах относили к роду Chelonivirus²³. Однако не так давно классификация была пересмотрена, и герпесвирус типа 5 (ChHV-5) был отнесен к роду Scutavirus^16,25. На сегодняшний день к этому роду относятся уже 2 известных герпесвируса черепах: Chelonid alphaherpesvirus 5, Testudinid alphaherpesvirus 3¹.

TeHV-1 и TeHV-3 – первые герпесвирусы, выделенные от сухопутных черепах. На данный момент они лучше всего изучены и описаны²⁵. TeHV-3 чаще всего обнаруживается у домашних черепах и, как правило, ассоциируется с высоким уровнем заболеваемости и смертности рептилий, в то время как TeHV-1 обычно протекает в виде эпизоотии и сопровождается низким уровнем заболеваемости и смертности²⁴. Согласно исследованиям¹⁶, результаты тестирования среднеазиатских черепах (Testudo horsfieldii) на наличие TeHV-1 значительно чаще, по сравнению с другими видами этих рептилий, оказываются положительными¹⁶.

Герпесвирус черепах 3 (TeHV3) является наиболее распространенным и патогенным. Все виды черепах считаются восприимчивыми к TeHV-3, но существует различная видовая чувствительность^23,25. Наиболее восприимчивы европейские сухопутные черепахи (Testudo), в частности балканские (Testudo hermanni) и среднеазиатские (Testudo horsfieldii)^8,22,25, в то время как средиземноморские черепахи (Testudo graeca) относительно устойчивы к TeHV-3, хотя и они иногда заболевают. Эта разница в ответе на инфекционный агент должна учитываться и предполагать возможность исключения контактов различных видов черепах во время их лечения и содержания¹¹. Молодые черепахи, как правило, более восприимчивы к TeHV-3, чем взрослые (смертность среди зараженных молодых черепах может достигать 100%). Для TeHV-3 часто характерна сезонность, при этом пик заболеваемости наблюдается ранней весной и осенью²⁵. Предполагаемый механизм передачи вируса предусматривает близкий контакт, однако недавно сообщалось о вероятной вертикальной передаче TeHV-3¹⁷. Исследования, включающие экспериментальное заражение черепах, показали, что интраназальное и внутримышечное введение живых вирусов также способно вызывать появление клинических симптомов заболевания²¹.

TeHV-2 и TeHV-4 были выделены не так давно, и сейчас о них представлено ограниченное количество информации²⁵.

TeHV-2 – вирус герпеса, обнаруженный у домашних и диких пустынных западных гоферов (Gopherus agassizii). О проявлениях клинических симптомов вируса герпеса у данного вида черепах было известно с 1982 г. ⁹ , однако до 2005 г. не предпринималось никаких попыток выделить этот вирус, поэтому невозможно подтвердить связь с TeHV-2 во всех случаях выявления клинических признаков герпесвирусной инфекции у пустынных западных гоферов²⁵. На сегодняшний день этот вирус обнаружен и выделен только в США²⁶.

Предполагается, что TeHV-2, несмотря на его генетические отличия от TeHV-3, скорее всего, имеет общие антигенные детерминанты с последним, так как при непрямом иммуноферментном анализе (ELISA) антитела против TeHV-2 перекрестно реагируют с антигеном TeHV-3¹². Возможно ли заражение других видов черепах данным вирусом, до сих пор неизвестно. Для ответа на этот вопрос необходимо проведение дополнительных исследований.

TeHV-4 был открыт самым последним из четырех видов TeHV. Он был выделен у бессимптомной дикой южноафриканской клювогрудой черепахи (Chersina angulata)². Других случаев обнаружения TeHV-4 не наблюдалось до 2016 г., и считалось, что данный вирусный генотип может быть обнаружен только у одного вида черепах², что предполагало ограниченное распространение вируса в пределах ареала обитания вида-носителя (Южная Африка и Намибия)²⁵. Однако в 2016 г. (в Германии) у одной черепахи из группы внезапно погибших леопардовых черепах (Stigmochelys pardalis), имевших респираторные патологии, с помощью ПЦР был выделен герпесвирус, ДНК которого на 99% совпала с ДНК TeHV-4. Некоторые из этих черепах имели респираторные симптомы (одышка, дыхание через рот, выделения из носа)¹⁵. Но с учетом обнаруженных у этой же черепахи бактерий Mycoplasma spp. невозможно утверждать, что клинические симптомы были вызваны непосредственно TeHV-4.

Клинические признаки

Болезнь характеризуется поражением верхних отделов респираторного и пищеварительного трактов. Клинические признаки зависят от нескольких факторов, включая вид черепахи, штамм вируса, возраст животного и временной период, в течение которого происходит заражение.
Основные клинические признаки: выделения из носа, ринит, конъюнктивит, ассоциированный с блефароспазмом, дифтероидно-некротический стоматит, отек шеи, анорексия и потеря веса (фото 1)^{8,10,23,24,25,31}.

Дифтероидно-некротические бляшки в ротовой полости могут достигать довольно крупных размеров, приводя к гипорексии или анорексии у рептилий. Патогенетический механизм, ответственный за возникновение этих поражений, неизвестен так же, как неизвестна и причина их появления (являются косвенным побочным эффектом или возникают вследствие прямого воздействия вируса)²³. При экспериментальном заражении четырех греческих черепах²¹ только у двух из них дифтероидно-некротические бляшки стали развиваться спустя 11–12 дней после введения вируса (одна была заражена интраназально, вторая – внутримышечно). После максимального увеличения в размерах бляшки начали регрессировать и исчезли у одной черепахи (зараженной интраназально), в то время как у второй наблюдалась лишь частичная регрессия. У двух оставшихся экспериментально инфицированных черепах из данного исследования бляшки не появились. Данный факт позволяет предположить, что полное отсутствие дифтероидно-некротических бляшек у зараженных черепах не может исключать наличия у них герпесвирусной инфекции²¹.

Герпесвирус-ассоциированный ринит часто характеризуется наличием прозрачных серозных выделений из носа в начале заболевания, которые могут становиться гуще и превращаться в слизисто-гнойные. В отдельных случаях возможно поражение нижних дыхательных путей²³.
Конъюнктивит – еще один клинический признак, связанный с герпесвирусной инфекцией у черепах, при этом наблюдаются монолатеральный или двусторонний конъюнктивит, отек век (фото 2), часто сопровождающийся водянистыми или слизистыми выделениями из глаз. В самых тяжелых случаях черепахи не могут самостоятельно открыть глаза. Конъюнктивит может возникать повторно после периодов ремиссии различной продолжительности (от нескольких дней до нескольких недель)^23,24.

Фото 1. А – дифтероидно-некротические бляшки в ротовой полости у греческой черепахи (Testudo graeca). B – вирус герпеса у калифорнийской пустынной черепахи (Gopherus agassizii): бляшки во рту и геморрагический ринит (фотографии D.R. Mader).²³

Фото 2. Отек век и дифтероидно-некротические бляшки в ротовой полости у среднеазиатской черепахи (Testudo (Agrionemys) horsfieldii).

У некоторых черепах, зараженных вирусом герпеса, были описаны неврологические симптомы (движения по кругу, тортиколлис). Патогенетический механизм, объясняющий развитие заболевания ЦНС и появление связанных с ним клинических признаков, неизвестен^23,25. Предполагается, что самая вероятная причина возникновения клинических признаков со стороны нервной системы – колонизация головного мозга вирусом герпеса и его рецидивирующая реактивация из латентного состояния^18,20,22.
Механизм реактивации вируса непредсказуем^2,3, и неизвестно, что может способствовать его запуску. При этом реактивация вируса из латентного состояния может возникать как с наличием, так и с отсутствием клинических признаков²².

Диагностика

Первый этап диагностики любого заболевания – это тщательный сбор анамнеза, в процессе которого следует обращать внимание на то, как давно была приобретена черепаха и откуда привезена, имела ли она контакт с недавно приобретенными животными, и, конечно, на условия ее содержания. Наиболее часто приобретаемые в России сухопутные черепахи – среднеазиатские (Testudo horsfieldii). Большое количество этих животных было изъято из дикой природы и ввезено на территорию Российской Федерации незаконно, так как на текущий момент данный вид занесен в Красную книгу и относится ко второму приложению международной конвенции CITES, запрещающей или строго регламентирующей торговлю этими животными. Учитывая предположительное скученное содержание этих рептилий при перевозках, способствующее заражению животных (в том числе герпесвирусом), и их природную восприимчивость к данному заболеванию, герпесвирус среди среднеазиатских черепах, ввезенных в Российскую Федерацию, может встречаться достаточно часто. Клинически здоровые новоприобретенные среднеазиатские черепахи должны рассматриваться как вероятные носители вируса и проходить обязательное карантинирование, особенно если предусматривается их совместное содержание с другими черепахами.
При проявлении хотя бы одного из описанных выше симптомов (стоматит, монолатеральный или билатеральный конъюнктивит, неврологические расстройства, а также клинические признаки заболеваний верхних дыхательных путей), необходимо вносить герпесвирус в список дифференциальных диагнозов ²³.

Однако важно учитывать, что ни один из описанных выше клинических признаков не является строго патогномоничным для инфекций TeHV.
Респираторные заболевания черепах также часто являются причинами развития конъюнктивита и ринита, а появление данных клинических симптомов у черепах часто связано с присутствием патогенных микоплазм (M. Agassizii и других)^3,4,23. В отдельных случаях возможны коинфекции. В одном из исследований16 среди 1015 тестируемых черепах из 5 семейств (Testudinidae [n = 832], Emydidae [n = 26], Geoemydidae [n = 16], Kinosternidae [n = 2], Chelidae [n = 2]) бактерии Mycoplasma spp. были обнаружены у 42,1% исследуемых черепах, а герпесвирусы – у 8,0%. При этом Mycoplasma spp. и TeHV-1 были одновременно обнаружены у 3,0% , а Mycoplasma spp. и TeHV-3 – одновременно у 2,3% черепах (данные о клинических симптомах в большинстве случаев не предоставлялись). Результаты исследования говорят о том, что наличие у черепах Mycoplasma spp. не исключает возможности заражения этих животных герпесвирусом, и наоборот.

Ключевую роль в дифференциации герпесвируса и других заболеваний играет наличие стоматита с дифтероидно-некротическими бляшками. У черепах с заболеваниями верхних дыхательных путей данные клинические признаки отсутствуют. Однако отмечается, что не у всех черепах, больных герпесвирусом, наблюдается формирование бляшек²³.
Похожие дифтероидно-некротические бляшки могут быть ассоциированы также с иридовирусом и ферлавирусом^19,25. Предполагается, что формирование бляшек связано с распространенной патогенетической реакцией, которая активирует ответ клеток хозяина на различные этиологические причины²³.

Лабораторная диагностика

Разработанной лабораторной диагностики в России нет. Диагноз зачастую ставится на основании клинических признаков без лабораторного подтверждения.
В США и ряде других стран Европы доступна диагностика с помощью реакции сывороточной нейтрализации (SN), иммуноферментного анализа (ELISA), молекулярных тестов (в основном ПЦР), а также вирусной изоляции и электронной микроскопии²⁵.
В некоторых случаях подтвердить наличие герпесвируса у черепах можно с помощью цитологического исследования (фото 3)³². В одной из публикаций³² сообщалось о проведении у 45 черепах (Testudo horsfieldi) с различными клиническими симптомами, характерными для герпесвируса, цитологического исследования, материал для которого был получен путем мягкой скарификации поверхности языка и переднего отдела ротовой полости. По результатам данного исследования у 20 из 29 черепах с наличием дифтероидно-некротических бляшек и у 8 из 16 черепах с такими симптомами, как нарушение аппетита, депрессия и дегидратация, были выявлены внутриядерные ацидофильные тельца-включения, многоядерные клеточные синцитии и другие аномалии, вызванные герпесвирусной инфекцией³².

Фото 3. А – дифтероидные бляшки слизистой оболочки ротовой полости у среднеазиатской черепахи, страдающей одышкой, депрессией и выделениями из носа. Образцы слизистой оболочки ротовой полости у среднеазиатских черепах с симптомами герпесвируса (метод окраски Diff Quick, оригинальный объектив ×400): B – хроматин, расположенный вокруг телец-включений в двух инфицированных кератиноцитах (стрелка). C – многоядерные синцитии (стрелка). D – кокковые бактерии, связанные с гетерофильным воспалением (красная стрелка). Ацидофильные внутриядерные тельца-включения присутствуют в двух кератиноцитах (стрелки)³².

Гистология

Герпесвирусы вызывают образование внутриядерных включений в инфицированных тканях, чаще всего в эпителиальных клетках языка, слизистой оболочки полости рта и верхних дыхательных путей, а также в желудочно-кишечном тракте (от пищевода до двенадцатиперстной кишки)¹⁰.
Репликация вируса происходит внутри ядра клетки-хозяина. На этапах репликации при окраске гематоксилин-эозином срезов тканей можно увидеть внутриядерные включения, имеющие характер окрашивания от эозинофильного до амфофильного¹¹ (фото 4).
Включения также можно найти в эпителиальных клетках мочевыводящих путей, в печени и селезенке. Они могут быть незаметными, если зона поражения является обширным некрозом, или могут быть видны только по краям некротических зон¹⁰. Предполагается, что наличие некоторого количества включений в ЦНС имеет прямую связь с появлением неврологических симптомов. Однако, если вирус находится в латентном состоянии, включения не будут наблюдаться¹¹. Гистологическое подтверждение диагноза может быть затруднено отсутствием или малым количеством внутриядерных включений²³.
Несмотря на то что для подтверждения гистопатологического диагноза необходимо обнаружение включений, неизвестно, сколько потребуется времени для формирования этих включений и как долго они будут сохраняться в тканях. В исследовании, проведенном F. C. Origgi21 в 2004 году, включения не обнаруживались спустя 4 недели после экспериментального заражения черепах. Предполагается, что данные включения будут видны во время острой стадии инфекции, скорее всего, в течение первых дней²².

Фото 4. Гистологический материал, взятый из ротовой полости у балканской черепахи (Testudo hermanni). Эрозия и изъязвление слизистой оболочки с выраженным спонгиозом (межклеточный отек), внутриядерные амфофильные включения в эпителиальных клетках (стрелки). Окраска гематоксилин-эозином, увеличение ×400¹⁷.

Лечение и профилактика

Инфицированных герпесвирусом животных необходимо изолировать от других черепах. Карантинирование новых рептилий должно составлять не менее 6 месяцев¹⁰.
Перед началом лечения важно провести комплексную диагностику, включающую клинический и биохимический анализы крови, рентгенологическое исследование, паразитологическое исследование кала, чтобы оценить общее состояние черепахи и исключить другие причины возникновения болезни и возможные сопутствующие патологии.

Герпесвирусы – одна из немногих групп вирусов, для которых существует эффективная противовирусная терапия. Традиционно с целью снижения репликации вируса используют аналоги нуклеотидов (нуклеозиды), среди которых самым известным и широко используемым является ацикловир²⁵.

В 1997 г. было проведено исследование, по результатам которого было доказано, что ганцикловир и ацикловир способны ингибировать репликацию герпесвируса у черепах in vitro¹⁸.
Для лечения черепах, зараженных герпесвирусом, традиционно назначают ацикловир системно в дозировке 80 мг/кг/сутки и/или местно. Однако, в исследовании 2007 г.⁶ ацикловир в указанной дозировке (80 мг/кг) применяли клинически здоровым окаймленным сухопутным черепахам (Testudo marginata), и результаты продемонстрировали, что концентрации препарата, достигаемые в плазме крови исследуемых черепах после перорального приема ацикловира, были ниже, чем ингибирующие репликацию вируса in vitro⁶. McArthur также описывал неоднозначную эффективность ацикловира при его использовании для лечения герпесвируса у черепах²³, что указывает на необходимость в исследовании действия других антивирусных препаратов.

В 2019 г. были проведены исследования⁷ 10 химических соединений, обладающих антивирусной активностью, с использованием культур клеток, чтобы выявить их клеточную токсичность и способность ингибировать TeHV-3. Из них 8 показали разные уровни активности против TeHV-3 вместе с отсутствием или незначительным цитотоксическим действием на клетки (PMPDAP, ацикловир, фосфономуравьиная кислота [PFA], ганцикловир [GCV], эпроцикловир [EPV, ранее известный как ципрофир/сiprofir], адефовир [ADV], цидофовир [CDV], 9- (2-фосфонилметоксиэтил) гуанин и тенофовир [TFV])⁷.

Для дальнейших исследований был выбран эпроцикловир. Клинически здоровые черепахи (T. hermanni) получали эпроцикловир в дозировке 5 или 10 мг/кг (подкожно). У черепах, получавших эпроцикловир в дозировке 10 мг/кг/сутки, на 7-й день после начала лечения появлялись апатия и анорексия. На протяжении всего периода исследования не удалось достичь ингибирующей концентрации препарата в сыворотке крови. Эксперимент проводился в течение 14 дней, после чего биохимические и патологоанатомические исследования выявили явные нефротоксические эффекты эпроцикловира⁷.

Для определения эффективности и токсичности остальных соединений, проявлявших антигерпесвирусную активность, необходимо проведение дополнительных исследований.
Kevin Wright в 2008 г. описал использование в своей практике препарата «Виролиз» (1,25 мл/кг перорально 2 раза в сутки) в качестве дополнения к классической схеме лечения ацикловиром, основываясь на способности пероральных лизинов контролировать вирус герпеса у млекопитающих¹⁴, однако нет актуальных исследований, доказывающих эффективность применения данного препарата у рептилий.
При необходимости осуществляется поддерживающая терапия (инфузионная терапия, антибиотикотерапия для контроля вторичных инфекций, небулизация)^14,24,25,35. При наличии обширных поражений в ротовой полости проводят хирургическое удаление бляшек. Для осуществления ассистированного кормления рептилий (при необходимости) и при назначении длительных курсов терапии пероральными препаратами рекомендуется постановка эзофагостомы.
Прогноз зависит от многих факторов, таких как иммунный статус черепахи, наличие прогрессирующих заболеваний и вторичных инфекций, а также от своевременного начала терапии²³.
На сегодняшний день наиболее эффективным способом «лечения» герпесвируса у черепах является его профилактика.

Заключение

На данный момент существует дефицит объективной информации о герпесвирусах черепах. До сих пор неизвестен патогенетический механизм, объясняющий возникновение связанных с данным заболеванием клинических признаков.

Доказано, что герпесвирус может вызывать у черепах симптомокомплекс ринита и стоматита²¹, однако неизвестно, является ли он единственным этиологическим объектом, ответственным за возникновение данного синдрома, или в эти процессы также вовлечены другие патогены.
В пределах России серологическая диагностика и ПЦР-исследование недоступны. Это означает, что в большинстве случаев отсутствует возможность точной постановки диагноза. Цитологическое и гистологическое исследования позволяют выявлять изменения в тканях лишь в определенные периоды заболевания.

Диагноз ставится преимущественно на основании клинических признаков, которые, в свою очередь, могут быть характерными также и для ряда других патологий.
Терапевтические протоколы являются экспериментальными и, согласно опубликованным исследованиям, имеют неоднозначную эффективность (McArthur, 2002)²³. Для разработки эффективной схемы лечения необходимо проведение дальнейших исследований, включающих определение способности противовирусных препаратов ингибировать репликацию вируса в организме и рассматривающих возможные токсические эффекты противовирусной терапии с учетом физиологии конкретных видов черепах.

Литература:

Virus Taxonomy: 2014 Release. Retrieved 12 August, 2015.
Bicknese E. J., Childress A. L., Wellehan J. F. A novel herpesvirus of the proposed genus Chelonivirus from an asymptomatic bowsprit tortoise (Chersina angulata). J Zoo Wildl Med, 41:353–358, 2010.
Brown M. B., Brown D. R., Klein P. A., McLaughlin G. A., Schumacher I. M., Jacobson E. R., et al: Mycoplasma agassizii sp. nov., isolated from the upper respiratory tract of the desert tortoise (Gopherus agassizii) and the gopher tortoise (Gopherus polyphemus). Int J Syst Evol Microbiol, 51:413–418, 2001.
Brown M. B., McLaughlin G. S., Klein P. A., Crenshaw B. C., Schumacher I. M., Brown D. R., et al: Upper respiratory tract disease in the gopher tortoises is caused by Mycoplasma agassizii. J Clin Micro, 37:2262–2269, 1999.
Clark H. F., Karzon D. T. Iguana Virus, a herpes-like virus isolated from cultured cells of a lizard, Iguana iguana, Infect Immun, 5:559–569, 1972.
Gaio C., Rossi T., Villa R., Zonca A., Cagnardi P. & Ferro E. Pharmacokinetics of acyclovir after a single oral administration in marginated tortoises, Testudo marginata. Journal of Herpetological Medicine and Surgery, 2007.
Gandar F., Marlier D., Vanderplasschen A. In vitro and in vivo assessment of eprociclovir as antiviral treatment against testudinid herpesvirus 3 in Hermann's tortoise (Testudo hermanni). Res Vet Sci, 124:20–23, Jun 2019.
Gandar F., Wilkie G. S., Gatherer D., et al. The Genome of a Tortoise Herpesvirus (Testudinid Herpesvirus 3) Has a Novel Structure and Contains a Large Region That Is Not Required for Replication In Vitro or Virulence In Vivo. J Virol, 89(22):11438–11456, 2015.
Harper P. A. W., D. C. Hammond, W. Hauschele. 1982 Herpesvirus-like agent associated with a pharyngeal abscess in dessert tortoise. Jornal of Wildlife Diseases 18; 491-494.
Herpesviridae. In BSAVA Manual of Reptiles, third edition p. 261, 427, 2019.
Jacobson Elliott R. Infectious Diseases and Pathology of Reptiles. Color Atlas and Text, Diseases and Pathology of Reptiles, Volume 1: 396, 2007.
Jacobson E. R., Berry K. H., Wellehan J. F. X., Origgi F. C., Childress A. L., Braun J., Schrenzel M., Yee J., Rideout B. Serologic and molecular evidence for testudinid herpesvirus 2 infection in wild Agassiz’s desert tortoises, Gopherus agassizii. J Wildl Dis, 48:747–757, 2012.
Jungwirth N, Bodewes R, Osterhaus AD, Baumgärtner W, Wohlsein P. First report of a new alphaherpesvirus in a freshwater turtle (Pseudemys concinna concinna) kept in Germany. Vet Microbiol. 2014 Jun 4; 170(3-4):403-7.
Wright Kevin, DVM Arizona Exotic Animal Hospital, LLC Mesa, AZ, The North American Veterinary Conference materials, 2008.
Kolesnik E., Mittenzwei F., Marschang R. E. Detection of testudinid herpesvirus type 4 in a leopard tortoise (Stigmochelys pardalis). Tierarztl Prax Ausg K Kleintiere Heimtiere, 44(4): 283±286, 2016.
Kolesnik E., Obiegala A., & Marschang R. E. Detection of Mycoplasma spp., herpesviruses, topiviruses, and ferlaviruses in samples from chelonians in Europe. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 29(6), 820–832, 2017.
Marenzoni M. L., Santoni L., Felici A., Maresca C., Stefanetti V., Sforna M., et al. Clinical, virological and epidemiological characterization of an outbreak of Testudinid Herpesvirus 3 in a chelonian captive breeding facility: Lessons learned and first evidence of TeHV3 vertical transmission. PLOS ONE, 13(5): e0197169, 2018.
Marschang R. E., Gravendyck M., Kaleta E. F. Herpesviruses in tortoises: investigations into virus isolation and the treatment of viral stomatitis in Testudo hermanni and T. graeca. Zentralbl Veterinarmed B, 44: 385–394, 1997.
Marschang R. E. Viruses infecting reptiles. Viruses, 3(11): 2087–2126, 2011.
McCowan C., Shepherdley C., Slocombe R. F. Herpesvirus-like particles in the skin of a saltwater crocodile (Crocodylus porosus), Aust Vet J, 82: 375–377, 2004.
Origgi F. C., Romero C. H., Bloom D. C., et al. Experimental transmission of a herpesvirus in Greek tortoises (Testudo graeca). Vet Pathol, 41:50–61, 2004.
Origgi F. C., Tecilla M., Pilo P., et al. A genomic approach to unravel host-pathogen interaction in chelonians: the example of testudinid herpesvirus 3. PLOS ONE, 10(8): e0134897, 2015.
Origgi F. C. Herpesvirus in tortoises. In Mader D. R. (ed). Reptile Medicine and Surgery, 2nd ed. Saunders, Saint-Louis, MO, p. 814–821, 2006.
Origgi F. C. Testudinid Herpesviruses. In Mader DR (ed), Reptile Medicine and Surgery, 3rd ed. Saunders, Saint-Louis, MO, p. 169–170, 2019.
Origgi F. C. Testudinid Herpesviruses: A Review. Journal of Herpetological Medicine and Surgery, 22(1-2), 42–54, 2012.
Ossiboff RJ, Newton AL, Seimon TA, Moore RP, McAloose D. Emydid herpesvirus 1 infection in northern map turtles (Graptemys geographica) and painted turtles (Chrysemys picta). J Vet Diagn Invest. 2015 May;27(3):392-5.
Padgett F., Levine A. S. Fine structure of the Rauscher leukemia virus as revealed by incubation in snake venom, Virology, 30: 623–630, 1966.
Pellett P. E., Davison A. J., Eberle R., Ehlers B., Hayward G. S., Lacoste V., Minson A. C., Nicholas J., Roizman B., Studdert M. J., Wang F. Order – Herpesvirales. In King A. M. Q., Adams M. J., Carstens E. B., Lefkowitz E. J. (ed), Virus Taxonomy, Elsevier, San Diego, p. 99–107, 2012.
Raynaud A., Adrian M. Cutaneous lesions with papillomatous structure associated with viruses in the green lizard (Lacerta viridis), C R Hebd Seances Acad Sci, 283: 845–847, 1976.
Simpson C. F., Jacobson E. R., Gaskin J. M. Herpesvirus-like infection of the venom gland of Siamese cobras, J Am Vet Med Assoc, 175: 941–943, 1979.
Teifke J. P., Lohr C. V., Marschang R. E., Osterrieder N., Posthaus H. Detection of chelonid herpesvirus DNA by nonradioactive in situ hybridization in tissues from tortoises suffering from stomatitis-rhinitis complex in Europe and North America. Vet Pathol, 37: 377–385, 2000.
Vetere A., Bertocchi M., Pelizzone I., La Cauza G. F., Denti L., Bigliardi E. & Di Ianni F. Cytobrushing of the oral mucosa as a possible tool for early detection of testudinid herpesvirus in Horsfield’s tortoises with nonspecific clinical signs. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 2020.
Wellehan J. F., Johnson A. J., Latimer K. S., Whiteside D. P., Crawshaw G. J., Detrisac C. G., et al. Varanid herpesvirus 1: a novel herpesvirus associated with proliferative stomatitis in green tree monitors (Varanus prasinus), Vet Microbiol, 105: 83–92, 2005.
Wellehan J. F., Nichols D. K., Li L. L., Kapur V. Three novel herpesviruses associated with stomatitis in Sudan plated lizards (Gerrhosaurus major) and a black-lined plated lizard (Gerrhosaurus nigrolineatus), J Zoo Wildl Med, 35:50–54, 2004.
Wilkinson R. Therapeutics. In McArthur S., Wilkinson R., Meyer J. (eds). Medicine and Surgery of Tortoises and Turtles. Blackwell Publishing, Oxford, UK: 465–485, 2004.

Герпесвирусы сухопутных черепах